肺血管病学
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第四章 肺血管病病理生理学

肺血管是肺脏中区别于支气管血管的一套独立血管系统,指的是肺动脉、肺毛细血管和肺静脉。其主要功能是为血液提供足够的氧分,即血液在流经肺毛细血管时与肺泡进行气体交换,从而使静脉血转化为动脉血。肺血管疾病指先天、遗传或获得性的肺血管结构和/或功能异常,其病理类型主要为增生性病变、炎症性病变、萎缩与退行性病变、血栓性病变以及肿瘤病变等。本章节在介绍肺血管正常结构与功能的基础之上,重点叙述肺血管疾病的病理生理学改变。

一、肺血管结构

(一)肺动脉

肺动脉由右心室发出,走行至主动脉弓下方后分为左、右两分支,并与气管伴行进入肺,随后逐次分级,构成肺动脉树。肺动脉树分级在不同物种间存在显著差异,大鼠肺动脉树由11~12级分支构成而人肺动脉树多达17级。肺动脉树中的分支血管分为两种,一种为传统意义上的与支气管分支伴行的血管分支,另一种分支则不与支气管分支伴行。目前,在人、大小鼠中运用计算机断层扫描已获得了肺动脉树三维空间立体成像图,从而促进了对肺动脉树结构的更深入认识。

肺动脉由内膜、中膜和外膜三层结构构成。肺动脉内膜层仅由单层无窗孔的内皮细胞紧密排列而成。有研究显示,人肺动脉内膜厚度占整个血管壁厚度1%~16%或占血管面积的15%;而大鼠肺动脉内膜厚度仅占血管壁厚度的1%~2%。肺动脉内皮细胞为瘦长型或梭型,细胞长轴与血流方向平行。大鼠的肺小动脉内皮细胞平均长度为(21.9±1.0)μm,而在肌性动脉和非肌性动脉中,内皮细胞长度往往低于平均长度。此外,远端肺泡内肺动脉内膜层仅可观察5~6个内皮细胞排列。大鼠肺动脉内皮细胞超微结构显示,胞质成分中滑面内质网约占9%,囊泡约占5%,小窝约占4%,线粒体约占4%,并可偶见微管。肺动脉内皮细胞囊泡平均直径约为65nm,每平方微米内皮细胞面积中约含110~130个囊泡。内皮细胞中粗面内质网清晰,并可见Weibel-palade小体。

肺动脉中膜主要由平滑肌、弹力膜和弹性纤维构成,是决定整个动脉壁厚度的关键因素。通常依据中膜弹力膜厚度以及肌化程度将肺动脉分为弹性动脉、肌性动脉、介于二者之间的过渡型以及部分肌性和非肌性动脉五种类型。管径较大的弹力动脉中膜由多层弹力膜和平滑肌细胞构成,中膜散在分布大量弹力膜,且其平滑肌主要为平滑肌肌动脉蛋白(α-SMA)阳性细胞。人的肺动脉干属于典型的弹性动脉,其弹力膜呈非平行排列、厚度不一,因此弹力膜表现为非连续性,且没有完整的边界。过渡型动脉中膜至少包含有4层弹力膜,随着血管管径减小,逐渐演变成肌性动脉,中膜即转为由单层的内弹力膜和外弹力膜组成,其结构界线显得更为清晰。不论在人或大鼠,直径小于1mm的肺动脉其中膜层由单层内、外弹力膜构成,末梢肺小动脉弹力膜断裂甚至消失。研究报道,大鼠肺泡内肺动脉中肌性动脉约占10%,而在青少年中却高达73%,这一结果可能很大程度上由种属差异以及发育程度不同所造成。

在肺动脉超微结构的研究中还发现,肌性肺动脉往往靠近气道,其外膜-中膜交界处与伴行的气道上皮基底膜之间距离不超过10μm;在更远端的肺动脉其内皮细胞与邻近气道上皮基底膜之间相距仅几微米。在多数肺动脉中,内弹力膜上存在特征性的缝隙(gaps)结构,以利于内皮细胞延伸入动脉中膜,从而促进平滑肌-内皮细胞之间的信号交流。随着血管直径的减小,其缝隙结构出现的频率增加,如直径大于100μm的人肺动脉中,每100μm长度内弹力膜上平均出现3.2个缝隙,而直径小于100μm的肺动脉中,每100μm长度内弹力膜上平均有5.6个缝隙。肺动脉平滑肌细胞内含有大量沿细胞纵轴排列的肌丝,约占细胞胞浆体积的38.2%±1.3%,这些肌丝通过致密体与胞膜相连。致密体虽然数量多但因体积小,故仅占细胞总体积的5.2%±0.5%。线粒体、滑面内质网及囊泡分别占细胞总体积5.2%~7.8%。

此外,有研究发现肺血管内膜和中膜均存在细胞之间的同型连接(homotypic junctions)。内皮细胞之间的紧密连接,是保证肺血管内皮完整性的关键因素。正常生理状态下,这种紧密连接可部分限制血液中的液体、蛋白质以及其他成分进入组织间隙。除内皮细胞之间的紧密连接之外,肺动脉中不同类型细胞之间也存在类似连接结构。另有发现,在肺泡外血管中平滑肌-内皮细胞间存在连接,该结构对于血管平滑肌细胞和内皮细胞间的双向信号交流起着重要作用。而且,不论是平滑肌细胞还是内皮细胞,均能够延伸至内弹力膜0.5~1μm的缝隙,从而便于细胞间进行信号沟通。

肺动脉外膜是由细胞外基质、成纤维细胞或其他间质细胞、血管滋养管以及神经元共同组成的疏松组织。肺动脉外膜中的成纤维细胞呈散在分布,其主要功能为合成分泌胶原、纤连蛋白及蛋白多糖等间质基质分子,在纤维发生中发挥重要作用。肺动脉外膜以及肺动脉周围间隙还存在少量肥大细胞,如大鼠肺动脉中肥大细胞仅占细胞总数的1%左右,主要储存蛋白酶、蛋白多糖、趋化因子等多种介质。此外,还发现弹力蛋白和胶原纤维在肺动脉外膜层中也有存在。早期通过光学或透射显微镜研究认为,肺泡外血管壁中的弹力纤维与远端肺泡间隔中的弹力蛋白完全独立的两种结构,但近年有研究发现,肺泡间隔弹力蛋白延续形成肺小动脉最外层的弹力纤维。除此之外,在肺动脉外膜中的胶原成分也可延续至胸膜表面,这些纤维基质成分的延续不仅有利于稳定末梢肺组织结构,同时也有助于维持肺泡外血管与肺实质间的功能偶联。

(二)肺毛细血管

肺毛细血管网位于肺泡间隔中,但并非按规律由最远端肺动脉分支发出。研究发现,前毛细血管可以从直径30μm以下的肺小动脉垂直分出,在人和大鼠肺组织中甚至发现,毛细血管网可直接从与肺泡相邻的直径≥100μm的肺小动脉中分出。邻近支气管血管束和胸膜下的毛细血管网与体循环血管床中的毛细血管组成结构类似;肺泡间隔中的毛细血管网较短,但其密度较高。形态学检测结果显示,人肺组织中肺毛细血管平均半径为3.15μm,其直径在5~8μm范围内;而大鼠肺组织毛细血管直径范围变化较大,在3~13μm这一范围。此外,对于毛细血管网总长度亦有研究,一只仅20g的小鼠其整个肺毛细血管网的平均总长度可达(1.13±0.13)km;通过直接测量毛细血管的轮廓粗略计算出人肺毛细血管总长度达(6950±3108)km,即便运用毛细血管体积/表面积的计算方式,算得平均长度也达到(2746±722)km。

肺毛细血管管壁仅由单层内皮细胞和基膜构成。人肺毛细血管内皮细胞占肺泡间隔总细胞数的30%~50%,在啮齿动物和灵长类动物中,肺毛细血管内皮细胞分别占总细胞的46%~50%和36% ~39%。直径较大的毛细血管由2~3个内皮细胞构成,较小毛细血管横切面甚至仅见一个内皮细胞。在毛细血管内皮细胞与基膜间还散在分布一种称为周细胞的扁平突起细胞,周细胞的突起紧贴内皮细胞基底面。但其功能尚不十分清楚,有观点认为周细胞主要对血管起到机械性支持作用;但也有观点认为其可能是一种未分化细胞,当血管生长或再生时可起到分化为平滑肌纤维和成纤维细胞的作用。

(三)肺静脉

肺静脉起自肺毛细血管床,终止于左心房后部。在不同物种间肺静脉树分级也不尽相同。人肺静脉树分为15级,猪肺静脉树多达22级,而犬和大鼠仅分为11级。肺内小静脉的结构与小动脉类似,同样由内膜、中膜和外膜构成。肺内静脉内膜层很薄,管径较大的静脉中存在含平滑肌细胞的中膜层,外膜层同样包含有血管滋养管、胶原、弹力蛋白或神经。肺静脉中也存在平滑肌-内皮细胞间连接,其密度与肺动脉中相似。

然而,肺静脉在结构上与肺动脉也有不同之处,如肺静脉内皮细胞核多为圆形或多边形,而肺动脉内皮细胞核为椭圆形;较大肺静脉多为肌性血管,而较大肺动脉多为弹性血管。在同一物种中,大小级别相同的肺静脉与肺动脉相比,其中膜层厚度明显要小。研究表明,直径大于400μm的肺内静脉,其血管壁和中膜层厚度均小于同级别大小的肺动脉;此外,肺静脉的平滑肌细胞较少,而细胞外基质和胶原含量却高于肺动脉。另有发现,在某些种属中,远端肺静脉树缺少肌性血管的特征性结构,即静脉血管无平滑肌外周的完整包膜。

二、肺血管功能

(一)肺血管内皮功能

肺血管内皮具有血管内皮的所有功能,包括作为屏障限制血液中的大分子物质外渗;通过调节血管通透性,选择性转运小分子物质;合成分泌各种血管活性物质,调节血管张力并参与炎症反应;抗凝与促凝;调节血管新生,另外还具有某些代谢功能,即选择性地清除血液中的去甲肾上腺素、5羟色胺等物质。

1.屏障功能

血管内皮由连续性的单层内皮细胞构成,细胞间存在多种连接结构,可限制血液中的大分子物质如蛋白质等渗入组织间隙。黏附连接(adherens junctions,AJ)、紧密连接(tight junctions,TJ)和缝隙连接(gap junctions,GJ)是内皮细胞间连接的主要类型,细胞间连接的种类、数量、密度因血管类型不同而异。内皮细胞间最常见的连接方式为黏附连接,主要由跨膜蛋白VE-钙黏蛋白构成,该蛋白胞外结构域相互结合,从而使相邻内皮细胞间形成一种非连续性的连接;而VE-钙黏蛋白的胞内段通过β-连环素连接到细胞骨架上,因此,这种连接对于维持血管内皮屏障功能以及细胞结构稳定性至关重要。曾有研究报道,蛋白磷酸酶2A(PP2A)在调节内皮屏障功能中具有重要作用,进一步的研究揭示,PP2A的这一作用是通过影响钙黏蛋白、β-连环素的磷酸化水平实现的,即在肺动脉内皮细胞和肺微血管内皮细胞中下调PP2A的B亚单位表达后,磷酸化β-连环素由细胞膜移位至细胞质,引起黏附连接断裂,进而导致内皮屏障功能受损伤。紧密连接是另一种常见的内皮细胞间连接方式,由相邻细胞的胞膜紧密结合而成,且局部存在胞膜融合现象,该连接对调控分子/信号从一细胞向另一细胞扩散中发挥重要作用,这种紧密连接在较大肺动脉的内皮中呈高度连续性。缝隙连接是由相邻内皮细胞上的跨膜连接蛋白(connexin)聚合形成的一种通道蛋白,内皮细胞中构成缝隙连接的连接蛋白主要包括connexin43、connexin40、connexin47三种亚型,其在不同血管内皮中的表达有所不同。缝隙连接不仅是相邻内皮细胞间,也是内皮细胞与肌细胞间物质或信息直接进行交换的重要通道。

血管内皮细胞中的微丝、微管及中等纤维这三种细胞骨架结构对调节血管内皮的通透性及其屏障功能发挥重要作用。微丝具有调节细胞形态和细胞间各种连接的作用,当微丝减少或消失时,内皮细胞的通透性增加。相反,通过稳定细胞骨架结构可增强内皮细胞的屏障功能。

2.合成分泌功能

血管内皮细胞被认为是一个活跃的代谢及内分泌器官,是一个特殊的调节组织。血管内皮细胞可产生分泌多种血管活性物质,对机体的免疫、凝血与抗凝、物质转化以及血管舒缩和结构调节均具有重要影响。肺血管不同于体循环血管,生理条件下,其基础张力很低且几乎处于完全舒张的状态。肺血管内皮细胞合成、分泌多种血管活性物质,通过旁分泌形式作用于肺血管平滑肌细胞,调节肺血管张力。在缺氧、炎症、外环境刺激(如烟雾、PM2.5、寒冷)等各种损伤因素作用下,肺血管内皮细胞合成、分泌收缩血管物质增多和/或舒张血管物质减少,诱导肺血管收缩。肺血管内皮细胞合成、分泌的血管活性物质连同其释放的多种炎症介质,可进一步损伤周围细胞、组织,从而诱导肺血管内皮细胞凋亡。

3.抗凝和促凝作用

完整的血管内皮性为血液流动提供光滑的表面,是机体发挥抗凝作用的重要前提。血管内皮细胞上表达或分泌多种抗凝相关的蛋白和因子,包括血栓调节蛋白、蛋白C、蛋白S、组织因子途径抑制物等,在抗凝和抑制血栓形成中发挥重要作用。血管内皮的促凝血作用是通过合成、分泌多种促血小板聚集及血栓形成的因子来实现,包括血小板激活因子、血小板黏附蛋白、血小板反应蛋白等。在缺氧、炎症、遗传等因素刺激作用下,内皮细胞发生损伤,血小板黏附、聚集,从而导致血液凝集、血栓形成。

4.调节血管新生

血管新生不同于胚胎发育过程中的血管生成,指的是微血管内皮细胞分裂、增殖、迁移进而形成更多新的血管。在病理生理条件下,如缺氧、损伤、低血糖等多种因素可通过上调血管内皮细胞合成分泌的血管内皮生长因子(VEGF),促进血管新生。目前已有研究表明,VEGF是血管内皮调控血管新生的至关重要的信号分子。血管新生在肺血管疾病发病中的作用与机制研究已成为近年该领域的热点,相关内容在病理生理变化这一节详细阐述。

(二)肺血管平滑肌

位于肺血管中膜的平滑肌细胞是肺血管的重要组成成分,其主要功能是通过收缩和舒张反应调节肺血管管径,进而调控肺血管张力和血流量。与其他血管平滑肌细胞相同,肺血管平滑肌细胞的收缩和舒张亦是通过肌球蛋白与肌动蛋白相互作用,进而将电势能转化为机械能的过程。正常肺血管平滑肌细胞不具有明显的增殖、迁移和分泌功能,为收缩型细胞;而在病理条件下,肺血管平滑肌细胞由收缩表型转化为分泌型,出现明显的增殖、迁移和分泌功能。平滑肌细胞的功能决定其呈现的表型,因此通常可以从细胞形态、增殖和迁移率、蛋白标志物等来鉴定其表型。

平滑肌细胞对拉伸刺激尤为敏感,可以将机械刺激信号转换成细胞内化学信号,从而调节基因表达,进而引起细胞功能的改变,包括细胞收缩、增殖和迁移等。此外,缺氧亦是肺血管平滑肌细胞最为敏感的刺激因素之一,肺动脉平滑肌细胞在急性缺氧刺激条件下,细胞收缩进而引起肺血管收缩;而慢性缺氧刺激时,肺动脉平滑肌细胞则由收缩表型转化为分泌表型,平滑肌细胞进而出现过度增殖、迁移,这一过程在肺血管改建这一过程中起到重要作用。

(三)肺血管基质

细胞外基质(extracellular matrix,ECM)是构成血管壁的重要成分,血管壁总质量的一半以上是由ECM贡献。ECM的基本功能是支撑血管,除此之外,基质中的蛋白质还可与细胞表面的整合素受体或非整合素受体相互作用,从而诱导新的基质蛋白合成,在血管发育和血管改建中均发挥重要作用。目前已发现ECM蛋白组分达20余种,主要为胶原蛋白和弹性蛋白,其次有纤连蛋白、层黏蛋白、透明质酸、蛋白聚糖、基质金属蛋白酶(matrix metalloproteinases,MMPs)等;近来有报道,甘油醛-3-磷酸脱氢酶(GAPDH)也是ECM的组成成分之一,然而,肺血管ECM中是否同样存在GAPDH尚未见报道。血管类型不同,其ECM成分有所差别,即便是同一血管,不同结构部位,如内膜、内皮下基底膜、中膜、外膜和间质,其基质蛋白的类型亦有不同;并且不同结构部位的基质蛋白可能来自不同的细胞,已有研究表明,肺血管中膜的胶原蛋白和弹性蛋白主要来自肺血管平滑肌细胞;而外膜的胶原蛋白、纤连蛋白等主要由成纤维细胞分泌合成。尽管ECM的成分、来源及其功能等各方面存在一定的差异,但其在结构上呈现有序排列,并相互连接,因而功能上亦能彼此协同。

ECM成分改变在血管疾病发生发展中发挥重要作用,当肺动脉内皮细胞受到病理刺激后分泌至细胞外的物质可作用于ECM,使ECM成分的含量、结构发生变化或者老化,促进胶原蛋白和弹性蛋白沉积,从而引起血管改建。另外,ECM还可通过多种信号通路调控细胞生长、增殖、迁移、分化等,从而参与损伤修复和组织重构等过程。

(四)周细胞

周细胞(pericytes)是在前毛细小动脉、毛细血管和后毛细小静脉等微血管内皮和基质之间散在分布的一种间充质细胞,以往认为其主要作用在于维持微血管内稳态并参与血管生成。周细胞与内皮细胞通过纤连蛋白组成的黏附斑块、挂钩或牙槽形式形成紧密联系。虽然目前仍缺少周细胞分化为其他细胞类型的遗传学证据,但由于其具有分化为多种类型细胞的能力,因此周细胞作为一种间充质干细胞这一观点逐渐为人们所接受。同时,周细胞的功能亦得到进一步深入研究,如有发现,周细胞与血管内皮细胞类似,在炎症细胞向组织游走、促进白细胞外渗中发挥重要作用。另有研究表明,周细胞和平滑肌细胞在表型上存在一定的连续性,因此具备平滑肌细胞的某些特性。新近研究证实,周细胞具有收缩功能,其胞浆表达收缩相关蛋白,如肌间线蛋白和α-SMA,因此可调节血管收缩和舒张,进而调节血流。

三、肺血管病病理生理学

肺循环血管与体循环血管不同,由于其具有高血容量、高血流以及低压力、低阻力的特点,对于外界刺激尤为敏感,特别是缺氧、氧化应激以及机械、剪切应力等。在以上各种因素刺激作用下,肺血管结构、功能异常,引起一系列病理生理变化,主要包括肺血管内皮、平滑肌以及细胞外基质等多方面的改变。

(一)肺血管内皮功能障碍

肺血管内皮作为维持肺及全身循环稳定性的重要结构,在受到缺氧、烟雾、寒冷等环境因素以及循环中炎症因子、毒素等诸多物质的攻击下,会发生损伤、脱落,内皮细胞间紧密联系破坏及内皮细胞功能障碍。

1.肺血管内皮屏障功能受损

肺血管内皮屏障功能以及对水和其他物质的通透性取决于毛细血管内皮间的缝隙连接结构,以及内皮细胞外基底膜和周细胞的包被程度。肺血管内皮细胞在受到体内外致病因素作用下,屏障功能破坏丧失,内皮细胞对水及其他物质的通透性增强,从而引起间质水肿并促进了炎症细胞的浸润。内皮细胞间的缝隙连接断裂,内皮细胞受损脱落被认为是肺血管屏障功能丧失的重要原因。而不同病因所致内皮屏障功能丧失、通透性增强的分子机制不尽相同。

(1)缺氧与屏障功能:

缺氧指由组织、器官或细胞的供氧减少或利用氧障碍,从而引起机体一系列变化,既是一个基本的病理过程,也是临床多种肺血管疾病如急、慢性高原病引起的肺水肿,肺动脉高压等的重要病因。肺循环缺氧可分为三个阶段,缺氧时间在30秒至20分钟以内为急性缺氧,而20分钟至数小时则为持续缺氧,更长时间为慢性缺氧。缺氧可导致肺血管内皮功能诸多方面的改变,通常急性、持续性缺氧主要引起肺血管内皮细胞的损伤,通透性增强,继而触发炎症反应等;而慢性缺氧则可诱导肺血管内膜增生以及血管新生等变化。

20世纪90年代,West等将缺氧引起肺毛细血管内皮通透性增强称之为 “肺毛细血管应力破坏”,即缺氧诱导毛细血管压力增加,增高的压力作用于肺泡毛细血管膜的胶原及基质成分,导致气血屏障发生机械性的断裂,而此时的肺毛细血管压力增加被认为是缺氧引起肺小动脉收缩的结果,其原因在于肺小动脉收缩引起血流动力学变化,肺毛细血管血流量增加、压力增大,但这其中更为深入的分子机制仍有待探讨。

已有研究表明,胞浆钙离子浓度([Ca2+]i)和环磷酸腺苷(cAMP)在调节肺血管内皮细胞通透性方面发挥着重要作用。一般观点认为,[Ca2+]i升高可使内皮细胞间隙增大,从而增加肺血管内皮细胞通透性;而细胞内cAMP浓度升高可使内皮细胞间隙变小,从而降低内皮细胞通透性。

1)[Ca2+]i对内皮通透性的调控:

内皮细胞[Ca2+]i升高主要是通过影响细胞骨架蛋白及细胞间连接的结构和功能,进而改变其通透性。早期有研究发现,内皮细胞 [Ca2+]i升高激活Ca2+/钙调蛋白依赖的肌球蛋白轻链激酶(myosin light chain kinase,MLCK),促进肌球蛋白轻链(MLC)发生磷酸化,进而导致肌球蛋白与肌动蛋白间的横桥偏移,这一变化导致肌动球蛋白收缩,增加微丝细胞骨架张力,引起细胞骨架收缩,物理性地拉开细胞与细胞间的连接,从而导致内皮细胞间隙增大;同时,VE-钙黏蛋白磷酸化促使细胞间连接蛋白复合物从细胞骨架的锚定点上解离,导致内皮细胞间连接减弱。此外,还有研究发现,内皮细胞 [Ca2+]i升高还可刺激一氧化氮合酶(nitric oxide synthase,NOS),一氧化氮(nitric oxide,NO)及随后的环磷酸鸟苷(cGMP)生成增多,激活蛋白激酶G(PKG),进而诱导血管生长因子及炎症介质产生,造成内皮细胞损伤,内皮通透性增强。

缺氧致肺血管内皮细胞 [Ca2+]i升高的现象已得到广泛证实,其机制亦有一定的研究。有文献报道,缺氧诱导的肺血管内皮细胞 [Ca2+]i升高可被ryanodine和内质网ATP酶抑制剂thapsigargin所抑制,而不能被细胞外无钙条件所抑制,提示缺氧诱导肺血管内皮细胞 [Ca2+]i升高主要由内质网钙释放引起。此外,另有报道,钙储池操纵性钙通道(store-operated Ca2+channels,SOC)在缺氧诱导肺血管内皮细胞 [Ca2+]i升高中发挥重要作用,缺氧通过诱导SOC的重要组成蛋白瞬时感受器电位(transient receptor potential,TRP)家族成员TRPC4表达增加,促进胞外钙内流,进而导致 [Ca2+]i升高。

2)cAMP对内皮通透性的调控:

生理状态下,cAMP通过蛋白激酶 A(PKA)和 Epac(exchange protein directly activated by cAMP)使细胞紧密黏附,增强皮层肌动蛋白功能,降低肌动球蛋白收缩,从而维持内皮细胞屏障功能。早期研究发现,缺氧导致内皮细胞内cAMP浓度及腺苷酸环化酶(adenylate cyclase,AC)活性下降,运用cAMP类似物或阻断AC活性下降均可逆转缺氧引起的血管内皮通透性增强。Yan等也证实,运用透膜的cAMP类似物可预防缺氧引起的血管内皮通透性增强;并进一步发现白细胞介素-6(interleukin,IL-6)在缺氧诱导的内皮通透性增强中具有保护作用,而这一作用是通过IL-6升高cAMP水平实现的。近年,对于cAMP调节肺血管内皮通透性的分子机制已有较为深入的研究。已有研究报道,cAMP对血管内皮通透性的调节通过其调控MLC磷酸化水平发挥作用。MLC磷酸化可与肌动蛋白结合,促进横桥形成,细胞收缩;而MLC磷酸化水平由MLCK磷酸化和MLC去磷酸化水平决定,因此,降低MLCK活性或增加MLC磷酸酶活性均可抑制内皮细胞收缩、防止内皮屏障功能破坏。而研究已证实,cAMP升高可增加MLCK磷酸化,伴随MLCK活性降低,故可维持内皮细胞的屏障功能。在牛肺动脉内皮细胞中的研究证实,运用PKA抑制剂或过表达PKA抑制多肽使PKA活性丧失可诱导应力纤维形成,降低单层内皮细胞的阻抗,从而提示PKA在调节细胞骨架重组,维持内皮屏障完整中发挥作用。但是,这些研究中还发现,抑制PKA活性并不能增加MLC磷酸化,说明PKA不是通过增加MLCK活性这一机制诱导内皮通透性升高,cAMP-PKA这一信号途径调节内皮通透性可能由其他下游靶分子实现,同时也不能排除细胞种属的差异。基于以上结果,通过促进MLC去磷酸化作用来降低MLC磷酸化水平的调控机制受到关注,即MLC磷酸酶活性的调控机制。后续研究发现,PKA通过调节MLC磷酸酶的调节亚基MYPT1和催化亚基PP1来调控其活性。MYPT1磷酸化抑制MLC磷酸酶活性,已证实MYPT1磷酸化由Rho蛋白激活、Rho激酶活化诱导,而PKA可使RhoA发生磷酸化而激活,进而抑制MLC磷酸酶活性,内皮通透性增强。此外,近年有研究报道,RhoB参与缺氧诱导的内皮通透性调节,该研究发现缺氧通过增加RhoB表达及活性,导致肺动脉内皮细胞通透性增强。

3)水通道蛋白对内皮通透性的调控:

水通道蛋白(aquaporins,AQPs)是一种跨膜蛋白,其主要作用是促进水的转运。研究发现,AQP1在肺微血管内皮细胞的顶部及基底侧均有表达,敲除AQP1可以降低肺毛细血管对水的通透性,提示AQP对肺微血管内皮屏障功能有重要的影响作用。而缺氧对AQP的调控作用已有报道,即缺氧诱导AQP1表达升高。以上研究提示缺氧亦可通过增强AQP1表达,增强肺血管内皮细胞对水的通透性,影响其屏障功能。然而对于缺氧上调AQP1的分子机制尚未有深入的研究,有报道缺氧通过缺氧诱导因子-1(hypoxia-inducible factor 1,HIF-1)诱导AQP1表达增加。

(2)炎症介质、氧化应激与屏障功能:

肺血管除对缺氧刺激敏感外,对其他环境因素,如烟雾、PM2.5、寒冷等亦十分敏感。这些外环境因素以及病毒、细菌感染等因素均可通过引起肺血管内皮炎症介质释放以及氧化应激反应导致血管通透性增强。绝大多数炎症介质引起肺血管内皮通透性增强的机制主要是通过改变内皮细胞骨架蛋白的结构、功能及其分布,从而使内皮细胞回缩和/或收缩,进而导致内皮细胞间出现裂隙,其中涉及的分子机制已有众多报道。

1)血小板激活因子对内皮通透性的调控:

血小板激活因子(platelet-activing factor,PAF)是调控肺血管内皮通透性的一个重要炎症介质。PAF作用于细胞后通过激活环氧合酶、脂氧合酶以及鞘磷脂酶而产生血栓素、白三烯、前列腺素E2(prostaglandin E2,PGE2)及神经酰胺,其中调节肺血管通透性的主要物质为PGE2和神经酰胺。有研究发现,PAF诱导肺血管内皮通透性增强通过激活1,4,5三磷酸肌醇(inositol 1,4,5-trisphosphate,IP3),引起细胞外钙内流并随后激活MLCK实现,运用MLCK抑制剂可减弱PAF诱导的肺血管通透性增高。此外,另有研究报道,PAF诱导的NO合成是调控血管通透性的关键分子,运用小分子干扰RNA技术下调内源性内皮源性NOS(eNOS)水平显著抑制PAF诱导的内皮通透性升高。而Kuebler等认为,PAF通过激活MLCK诱导肺血管内皮通透性增强在阻断NO合成的情况下加重,而PAF诱导体循环血管内皮通透性增加却需要NO的参与,说明不同类型的血管内皮细胞中,NO对其通透性的调控可能发挥着相反作用。

有研究发现,细胞膜上的小凹对eNOS调节NO合成起着至关重要的作用。定位于小凹中的TRP家族成员TRPC和TRPV诱导细胞外钙内流,从而介导炎症介质诱导的血管内皮通透性增高。PAF受体被确认在靠近小凹蛋白-1(caveolin-1,cav1)的位置上,有报道PAF受体的C末端与cav1可能存在相互作用,因此,小凹为PAF通过eNOS/NO信号调控内皮通透性提供一个非常适当的微环境,小凹将eNOS分隔,优化其激活过程,而eNOS与cav1的直接相互作用又使其处于失活状态。以上作用在体循环血管中得以证实,即通过阻断eNOS与cav1的相互作用减轻PAF诱导的血管内皮通透性增强。

2)内毒素导致的内皮通透性增加:

细菌、病毒感染可通过释放内毒素,也称为脂多糖(lipopolysaccharide,LPS)引起血管内皮功能障碍。LPS一方面可直接作用于内皮细胞,激活细胞内相应的信号通路,导致血管内皮通透性增强;另一方面可通过激活中性粒细胞、巨噬细胞等释放多种炎症介质,间接引起内皮细胞屏障功能障碍。LPS与内皮细胞上的受体结合后,通过一系列信号途径迅速引起细胞骨架蛋白的解聚和重组,细胞与细胞间以及细胞与基膜间的黏附连接松散,细胞间缝隙增大,导致血管通透性增强。

迄今为止,LPS诱导内皮细胞通透性增强的分子机制尚未完全阐明,已有的研究表明,其中可能涉及的信号分子包括蛋白激酶 C(PKC),Rho以及Tyr,其下游作用靶点多集中于MLC,主要提示了以上信号分子对MLC磷酸化的调控。

3)凝血酶对内皮通透性的影响:

凝血酶是在内皮细胞损伤时产生的一种丝氨酸蛋白酶,凝血酶不仅仅只是诱导凝血的作用,还可通过诱导炎症介质、生长因子释放以及促进白细胞黏附于内皮等作用影响内皮细胞通透性。内皮细胞对凝血酶的反应主要是通过凝血酶特异性的蛋白酶活化受体(thrombin-specific protease-activated receptor,PAR1)实现,其下游分子机制与LPS诱导的内皮通透性增强较为一致,亦涉及胞浆Ca2+、PKC、Rho等信号,最后作用于MLCK,导致MLC磷酸化,细胞收缩、间隙增大。研究发现,凝血酶可快速增加内皮细胞通透性或改变跨内皮电阻力,并进一步证实,LPS诱导的肺血管内皮损伤可被凝血酶抑制剂所阻断,提示凝血酶参与了LPS诱导的肺血管内皮通透性增强。

4)肿瘤坏死因子、血管内皮生长因子等对内皮通透性的影响:

肿瘤坏死因子(tumor necrosis factor,TNF)、血管内皮生长因子(vascularendothelial growth factor,VEGF)亦是调控肺血管内皮通透性的重要炎症介质。研究表明,TNF、VEGF主要是通过诱导VE-钙黏蛋白、β-连环素以及p120发生酪氨酸磷酸化,进而引起内皮通透性增高。VE-钙黏蛋白、β-连环素分别在860位、654位酪氨酸发生磷酸化后引起连环素复合体解聚,进而导致内皮细胞黏附连接AJ断裂,内皮通透性增强。有研究报道,丝氨酸/苏氨酸磷酸化亦是调节AJ功能的重要因素之一,如PKC活化可引起p120连环素上879位丝氨酸磷酸化,导致AJ断裂;酪蛋白激酶以及糖原合成酶激酶3(glycogen synthase kinase 3,GSK-3)均可诱导钙黏蛋白上的丝氨酸磷酸化。新近有研究发现,TNF-通过p38/MAPK信号通路的激活,引起微管相关蛋白-4磷酸化,进而导致微管解聚,肺血管内皮通透性增高。此外,VEGF还可通过激活转录因子Sp-1,上调MLCK表达,从而增加肺血管内皮通透性。

5)氧化应激对内皮通透性的影响:

除炎症介质外,氧化应激亦是破坏肺血管内皮的屏障功能的重要因素。氧化应激状态下,活性氧(reactive oxygenspecies,ROS)生成增多是引起内皮通透性的核心环节。与炎症介质不同,氧化应激诱导内皮通透性增强是通过非受体途径实现,其主要效应为激活磷脂酶C,进而引起 [Ca2+]i升高,通过经典的钙信号途径诱导内皮细胞通透性增强,其中涉及TRPm2。此外,过氧化氢可直接激活PKC,引起细胞骨架重排从而导致内皮通透性增高。另有研究发现,cav-1磷酸化依赖的信号途径在氧化应激所致肺血管内皮通透性增高中发挥重要作用,过氧化氢诱导cav-1磷酸化,导致肺微血管内皮细胞钙黏蛋白/β-连环素复合物解聚,从而造成内皮屏障功能受损。关于氧化应激增强内皮细胞通透性的分子机制已有大量研究,其中涉及的机制多为经典的信号转导途径。

(3)机械通气与屏障功能:

机械通气是临床用于维护生命的呼吸支持技术,但这种通气亦可引起肺损伤,不仅肺泡上皮受损伤,而且也可使肺毛细血管因过度牵拉造成损伤。机械通气引起肺血管内皮通透性增高主要由机械牵张所致,其次通气过程中产生氧化与抗氧化失衡,即氧化应激反应以及炎症反应亦是重要原因。机械牵张诱导肺血管内皮屏障功能受损的分子机制。有研究发现,高气道压导致肺微血管通透性增高可被非选择性张力敏感阳离子通道阻滞剂所阻断,提示机械牵张可能通过诱导阳离子通道开放,钙离子内流,[Ca2+]i升高,进而增加内皮通透性。近年有报道,机械牵张可诱导微管解聚以及Rho激活,干扰微管相关Rho特异性鸟嘌呤核苷酸交换因子GEF-H1表达可阻止以上反应,并抑制机械牵张导致的应力纤维形成以及内皮细胞的重排,提示GEF-H1在机械通气造成肺血管内皮通透性增高中发挥作用。此外,在炎症介质加重机械通气引起的肺血管内皮通透性增强中的研究亦有较多研究报道,如VEGF、凝血酶、IL-6等均在其中发挥作用。

总之,肺血管内皮功能障碍是肺血管疾病发生的重要环节,不同病因所致肺血管内皮损伤在疾病发生发展中的作用有所不同,如缺氧、氧化应激、剪切应力、炎症介质等引起的肺血管内皮功能障碍与肺动脉高压发生密切相关;炎症介质、内毒素及某些遗传因素所致肺血管内皮损伤易引起肺血栓形成;真菌、病毒、寄生虫等感染及免疫系统疾病引起肺血管内皮损伤则主要介导肺血管炎的发病。

2.肺血管内皮合成分泌功能障碍

血管内皮细胞可合成、分泌多种生物活性物质,通过自分泌或旁分泌形式作用于效应细胞,调节血管功能。肺血管在受到各种刺激因素,如缺氧、烟雾、病毒、细菌、机械应力等作用下,分泌大量血管舒缩因子、血管活性肽以及细胞因子、炎症介质等,参与肺血管功能和结构的调节,在肺血管炎、肺血栓及肺动脉高压等肺血管疾病中发挥重要作用。

(1)内皮素:

内皮素(endothelin,ET)是在1998年发现的一种缩血管肽,由21个氨基酸残基组成。目前发现,ET包括ET-1、ET-2、ET-3三种异构体,ET-1主要表达于内皮细胞。生理状态下,肺血管内皮细胞低表达ET-1,而在某些病理条件下,如缺氧、炎症介质、氧化应激等,ET的合成、释放增多,与肺血管疾病的发生发展有着密切关系。现有较为一致的观点认为,ET是某些病理生理过程中重要的一种内源性致病因子。研究表明,ET-1作用于平滑肌细胞上的ETA受体后发挥缩血管作用,而与内皮细胞ETB结合后可通过诱导舒血管物质NO和PGI2释放,导致局部血管舒张。ET-1除调节血管张力这一作用外,还具有促进内皮细胞增殖,诱导平滑肌细胞增殖、迁移的作用。

大量研究证实,缺氧可诱导肺血管内皮细胞合成、分泌ET-1增多,其机制亦有相关报道,包括缺氧通过酪氨酸蛋白激活-磷脂酰肌醇3激酶(phosphatidylinositol-3-kinase,PI3K)途径诱导肺血管内皮细胞prepro-ET-1转录增强,从而上调ET-1合成;缺氧通过转化生长因子β(transforming growth factor-β,TGF-β)诱导 ET-1表达增加。

肺血管内皮细胞在受到炎症介质等刺激时,ET-1的表达亦明显增加。有研究观察,炎症介质诱导ET-1表达表现为快速的一过性升高,如LPS、IL-1、TNF-α刺激肺血管内皮细胞后,prepro-ET-1mRNA表达在1小时左右达高峰,4小时回落至正常水平;而凝血酶刺激肺血管内皮细胞诱导ET-1表达较为持久、稳定。此外,氧化应激反应也可诱导肺血管内皮细胞ET-1分泌增多,其主要机制是通过线粒体源性ROS激活Kv1.5钾通道引起。关于肺血管内皮细胞ET-1产生增多引起的肺血管功能改变,如肺血管收缩、肺血管平滑肌增殖、迁移等效应在平滑肌功能障碍中具体阐述。

(2)肾素血管紧张素系统:

血管紧张素Ⅱ(Ang-IotensinⅡ,Ang-Ⅱ)及血管肾张素转换酶(Ang-Iotensin-converting enzyme,ACE)是肾素血管紧张素系统中的核心成员,Ang-Ⅰ在ACE作用下转换为Ang-Ⅱ,并主要通过与Ang-Ⅱ的1型受体(Ang-IotensinII type 1receptor,AT1R)结合,发挥收缩血管,促进平滑肌细胞增殖。此外,Ang-Ⅱ还可诱导炎症介质,如IL-6、IL-8、血管内皮黏附分子等基因表达以及核转录因子NF-κB激活,进而促进炎症反应。而通过结合AT2R则主要发挥抗炎作用,比如抑制IL-6表达及NF-κB活性。

肺血管内皮细胞在受到缺氧刺激时Ang-Ⅱ分泌增多,以及ACE合成及活性增强这一现象已有报道。但也有相反报道,即缺氧抑制肺动脉内皮细胞以及肺微血管内皮细胞ACE的活性。同时亦有研究发现,机械通气可导致肺毛细血管内皮细胞上结合型的ACE活性下降。造成这一矛盾现象的原因可能是因为 Ang-Ⅱ可通过 NADH-/NADPH-诱导超氧阴离子产生,而超氧阴离子与一氧化氮(nitric oxide,NO)结合形成ONOO-,这些自由基可引起细胞损伤,进而降低ACE活性。此外,在病理条件下,肺毛细血管内皮细胞上结合型的ACE活性下降也有可能是一种代偿性反应,即限制ACE介导的促炎过程。

(3)一氧化氮:

NO是一种经典的扩血管物质,左旋精氨酸(L-arginine,L-Arg)是合成NO的前体物。正常生理状态下,一氧化氮合酶(nitric oxide synthase,NOS),促使L-Arg转变成为对羟基-L-Arg,后者与氧发生反应,生成 NO。NO具有较强的亲脂性,易透过生物膜,扩散至血管腔及内皮细胞下的平滑肌,进而引起平滑肌舒张,血管扩张。除此之外,NO还具有抑制血小板聚集的作用。肺血管内皮细胞在缺氧、炎症、氧化应激等条件刺激下,NOS活性下降,从而引起NO生成降低,是导致肺血管收缩的重要因素之一。早期研究报道,缺氧可引起肺动脉内皮细胞组成型NOS(constitutive NOS,cNOS)基因和蛋白表达水平下降,NO生成减少;缺氧诱导内皮源性NOS(endothelial NOS,eNOS)活性下降而非蛋白表达下降。另有研究发现,缺氧并不导致诱导型NOS(inducible NOS,iNOS)表达变化,而炎症介质如IL-1、TNF-α刺激可降低iNOS表达。更有报道,缺氧诱导肺动脉内皮细胞eNOS基因和蛋白表达及活性均升高。以上研究结果提示,缺氧诱导NO合成减少可能是由于eNOS的转录或转录后调控所致。此外,在某些病毒作用下,由诱导型NOS激活产生NO增多,则会通过直接或间接作用损伤内皮细胞。

(4)前列环素和前列腺素 E2:

前列环素(prostacyclin,PGI2)前列腺素 E2(prostaglandin E2,PGE2)均是环氧合酶(cyclooxygenase,COX)活化的产物,二者均被认为是扩张肺血管的重要物质。PGI2通过与细胞膜上组织特异性G蛋白偶联受体前列环素受体结合,激活腺苷酸环化酶(adenylate cyclase,AC),增加cAMP含量,激活PKA,进而发挥肺舒张血管平滑肌的作用。有研究发现,在肺血管疾病如肺动脉高压中PGI2合成下调,但离体实验却发现,肺血管内皮细胞在受到致炎因子及缺氧刺激时,PGI2表达均升高,更多的机制有待深入探讨。PGI2还可作为血小板聚集的抑制因子,阻断血小板的活化。另外,PGI2对肺血管的急性炎症反应具有一定的调节作用,可抑制炎症因子导致的血管内皮通透性增加。目前,PGE2对血管的舒缩作用存在争议,一般认为PGE2是扩血管作用,也有观点认为PGE2在不同血管中的作用不同,PGE2对肺内小动脉起收缩作用,但对肺静脉发挥扩张作用。与PGI2类似,肺血管内皮细胞在受到致炎因子及缺氧刺激时,观察到PGE2表达升高。PGE2对炎症介质产生的调节亦有相反报道,如有研究发现PGE2可抑制IL-10、TNF-α的产生,也有研究发现可诱导IL-1、IL-6产生。但在肺血管内皮的研究中发现,PGE2通过其受体EP4介导肺血管内皮细胞IL-8产生。

(5)炎症介质:

炎症介质指的是介导炎症反应的生物活性物质。在急性炎症反应中,一部分致炎因子可直接损伤细胞,另外有许多致炎因子本身不直接引起损伤,而是通过诱导内源性炎症介质产生,进而导致炎症反应。肺血管病变中涉及的炎症介质一部分是由肺内各种细胞分泌释放的,另一部分是由体液来源作用于肺血管的。肺血管病变中参与炎症介质合成、释放的细胞类型有多种,其中肺血管内皮细胞不容忽视。肺血管内皮细胞在受到多种刺激时可引起合成、分泌炎症介质增多,包括组胺、IL-1、IL-6、IL-8、TNF-α、血管细胞黏附分子(VCAM)、细胞间黏附分子(ICAM)等等,从而介导肺血管内皮细胞功能变化和血管炎症甚至发生细胞凋亡。

病理条件刺激引起炎症介质合成、分泌的机制已有大量研究。有研究发现,肺血管内皮细胞在受到缺氧刺激时,通过转录因子NF-κB、缺氧诱导因子HIF-1α激活,从而促进内皮细胞合成、分泌炎症介质。肺血管在受到烟雾、粉尘等刺激时,主要通过氧化应激反应,进一步诱导炎症介质释放。

(6)活性氧:

ROS作为细胞内的一种信号分子,细胞内低浓度的ROS在维持细胞稳态及正常功能中发挥重要作用,当细胞受到各种刺激时,导致ROS产生增多,则引起大分子物质发生氧化,细胞功能出现障碍,这一过程也被称为氧化应激。肺血管内皮细胞在受到缺氧、炎症因子、剪切应力等刺激时,均可导致细胞内ROS产生增加,进而引起基因表达异常、蛋白质氧化、DNA突变以及脂质过氧化,导致细胞功能异常,主要包括对细胞增殖和血管张力的调节异常。有研究表明,ROS可通过调控转录因子 NF-κB、AP-1、HIF-1从而调节黏附分子的基因表达,参与血管炎症反应。ROS对于肺血管舒缩的调控机制在肺动脉高压一章节中有详细阐述。肺血管内皮细胞受刺激诱导ROS产生的机制已有较为深入的研究,其中涉及线粒体电子传递链、细胞色素氧化酶、COX、NADPH氧化酶等。

3.肺血管内皮凝血与抗凝功能异常

血液在血管中的正常流动是凝血与抗凝的动态平衡结果,同时与血管内皮的完整性以及纤溶系统的正常功能密切相关。当血液或血管在病理因素作用下失去平衡,就会出现凝血、血栓形成以及纤溶系统激活等过程。肺血管内皮细胞在氧化应激、机械应力、感染、化学物等,内皮细胞脱落导致内皮下细胞暴露,或由于先天性疾病中肺血管内皮功能缺陷使血管内皮丧失了本身的抗凝血作用,同时血管内皮中存在促血栓形成的因素,因而导致血栓生成。肺血管内皮凝血与抗凝功能异常与其损伤产生的多种生物活性物质有关,其中涉及的机制主要包含以下四个方面。

(1)血小板黏附、聚集:

血管内皮损伤时,血小板黏附于内皮下组织、胶原、微纤维及假血友病因子(von Willebrend factor,vWF)等,是血栓形成的早期反应。vWF主要由血管内皮细胞合成,在介导血小板与胶原间的黏附以及血小板聚集中发挥重要作用。有研究发现,缺氧上调肺微血管内皮细胞vWF表达及活性;C反应蛋白亦引起肺动脉内皮细胞vWF分泌增加。对于vWF分泌增加的机制有报道,在肺动脉内皮和肺微血管内皮细胞中是通过T型钙通道Cav3.1调控的。

TXA2与PGI2、PGE2一样,也是COX活化的产物之一,不仅具有调节肺血管收缩的作用,也是促血小板聚集的重要分子。除此之外,TXA2还可作为一种促炎因子,促进血小板与中性粒细胞相互作用,诱导内皮细胞产生黏附分子,进而引起血管损伤,并在内皮凝血与抗凝紊乱中发挥作用。值得注意的是,TXA2的最主要来源是血小板而非肺血管内皮细胞。此外,肺血管内皮细胞损伤、脱落,导致内皮表面原有的负电荷降低,分泌PGI2减少,均有利于血小板黏附、聚集,促进凝血过程。

(2)血管内皮促凝作用增强:

血管内皮的促凝作用增强常在血管内皮损伤中出现,主要是血管内皮损伤后,白细胞与血小板相互作用,使内皮细胞表达组织因子(tissue factor,TF),TF是外源性凝血途径的始动因子,从而促进凝血过程。正常生理状态下,血管内皮细胞上是不表达TF的,只有当内皮细胞受损伤时才诱导产生,有研究发现,LPS诱导肺血管内皮细胞表达TF,进一步的机制研究报道,凋亡信号调节激酶ASK1-p38MAPK信号通路介导了LPS诱导肺血管内皮细胞表达TF。另有研究报道,空气粉尘可诱导肺动脉内皮细胞TF表达,同时调节其表达的转录因子FOS、JUN和NF-κB活性亦上调,通过抑制TF表达可缓解粉尘诱导的IL-6、IL-8表达,说明粉尘可以通过促进肺血管内皮细胞的凝血和炎症,导致相关疾病。酸性物质也可诱导肺血管内皮细胞表达TF,同时P选择素表达也增加,以上反应可被抗血小板血清所抑制,说明血小板活化参与肺血管内皮细胞损伤诱导的TF表达。

(3)血管内皮抗凝和纤溶活性降低:

内皮损伤、脱落时,内皮细胞上固定表达的组织因子途径抑制物(tissue factor pathway inhibitor,TFPI)减少,从而使血管内皮的抗凝作用减弱,TFPI主要是抑制TF激活触发凝血途径。有研究发现,LPS诱导肺血管内皮细胞表达TF,而使TFPI表达下降,提示TF与TFPI水平失衡是促进血栓形成的重要因素。血管内皮细胞受损时,其细胞膜上抗凝血酶Ⅲ含量下降,则血管抗凝作用减弱,这也是促进血栓形成的因素之一。

纤溶酶原激活物抑制因子-1(plasminogen activator inhibitor-1,PAI-1)是抑制纤溶的重要分子,有研究报道,细菌脂蛋白TLR2激动剂诱导肺血管内皮PAI-1表达增高,而组织纤溶酶原激活物(tissue plasminogen activator,tPA)降低,此外还伴有TF表达升高,TFPI表达下降,说明TLR2通过影响凝血、抗凝及纤溶三个不同过程参与肺血管内皮凝血障碍。

(4)血管收缩和痉挛:

血管内皮损伤后,血管收缩痉挛是引起血栓形成或在原有血栓基础之上使血管闭塞,并引起组织缺血、梗死的重要原因。肺血管内皮细胞损伤合成释放的ET、Ang-Ⅱ及血小板激活引起的TXA2等血管收缩因子增多,而NO、PGI2等血管舒张因子减少,共同促进肺血管收缩,这些血管活性物质调节肺血管收缩的机制在肺动脉高压一章节有详细阐述。

4.血管新生

血管新生主要指原有的毛细血管和微静脉在促进血管新生的诱导因子作用下,通过对已存在的毛细血管和微静脉的基底膜及周围基质的降解,血管内皮细胞发生增殖、迁移和重排,从已存在的血管处再生成新的血管。血管新生分为生理性和病理性两种不同类型,生理性血管新生发生在如伤口的愈合过程,而病理性血管新生主要出现在肿瘤和血管新生相关的疾病中。涉及肺血管新生的有关疾病包括肺动脉高压、肺癌、肺纤维化等等。目前已有的研究均表明,血管内皮生长因子(vascular endothelial growth factor,VEGF)在调控血管新生中发挥重要作用,其次还有成纤维生长因子(fibroblast growth factor,FGF)以及促血管生成素(Ang-Iopoietin,Ang)等。

(1)血管内皮生长因子:

VEGF是一种特异性的促血管内皮细胞有丝分裂的因子,是由两条分子量各为24kD的单体以二硫键结合组成的高度保守的二聚体。VEGF在血管新生中被认为具有促进毛细血管融合、大血管生成的作用。很多因素都可以影响VEGF的产生,如缺氧、NO、活化的癌基因等等,其中缺氧对其影响最为显著,现已有大量研究表明,缺氧可诱导肺血管内皮细胞合成分泌VEGF增加。缺氧诱导VEGF合成分泌增多主要是通过HIF-1的激活增强了VEGF基因转录,并通过VEGF mRNA 3′端修饰增强其稳定性。VEGF通过其受体发挥作用,即与受体结合后,受体发生自身磷酸化,诱导细胞内一系列信号转导,从而发挥相应效应。通常,VEGF与肺血管内皮细胞上的VEGFR-2结合,激活Akt,进而一方面增加Bad与Bcl-xL相互作用,诱导细胞存活;另一方面通过激活eNOS引起NO合成增加,促进细胞增殖和血管新生。

(2)成纤维生长因子:

FGF是一种碱性蛋白,除了特异性刺激成纤维细胞增殖外,还对血管内皮细胞、平滑肌细胞等多种细胞具有促增殖效应,因此是一种较为广谱的促细胞有丝分裂因子。在血管新生中起重要作用的是FGF家族中的bFGF,bFGF有两种受体,一种为高亲和力受体FGFRs,属于酪氨酸激酶类受体;另一种为低亲和力受体HSPGRs,即肝素样受体。bFGF在血管新生中的作用主要是促进血管内皮细胞增殖、迁移及管腔形成,其促进细胞增殖的机制与VEGF类似,而促迁移的作用与胞内bFGF相关,可介导bFGF受体的下游与迁移有关的信号转导。有研究发现,在特发性肺动脉高压患者肺血管内皮细胞bFGF表达高于正常细胞,提示bFGF在肺动脉高压的血管新生中可能发挥作用,而bFGF在肺癌血管新生中的作用已有研究证实。

(3)促血管生成素:

Ang是由血管内皮细胞和内皮细胞前体细胞产生的一种糖蛋白,Ang有两个亚型,Ang-1具有促进血管新生的作用,而Ang-2具有抑制血管新生的作用。Ang-1和Ang-2的受体均为 Tie-2(endothelium-specific tyrosine kinase-2),二者竞争性地与该受体结合。有研究表明,Ang-1与受体结合后,趋化局部的间质细胞,诱导间质细胞分化为周细胞和平滑肌细胞,促进基质沉积及血管新生。研究报道,在特发性肺动脉高压患者肺血管内皮细胞Ang-1和Tie-2表达均高于正常细胞,Ang-1/Tie-2信号通路增强ET-1的产生,进而促进肺动脉平滑肌细胞的增殖,该结果提示Ang-1/Tie-2信号通路增强对肺血管新生可能亦有重要意义。

(二)肺血管平滑肌功能异常

肺血管平滑肌细胞是构成肺血管的主要成分,与弹性纤维层交替构成血管中膜,通过其舒缩活动调节肺血流量和肺血管压力。正常肺动脉平滑肌细胞没有显著的增殖、迁移和分泌功能,为收缩型细胞;而某些生理或病理条件下(如缺氧、炎症)肺动脉平滑肌细胞表现出显著的增殖和迁移能力,并合成大量的细胞外基质,其表型转化为分泌型。缺氧、烟雾、炎症、剪切/机械应力等刺激下,除肺血管内皮功能发生一系列变化外,肺血管平滑肌功能亦发生诸多方面的改变,通常急性刺激主要引起肺血管平滑肌收缩,而慢性刺激则主要引起肺血管细胞增殖、迁移以及分泌细胞外基质等。

1.肺血管平滑肌收缩

肺血管平滑肌的舒缩受神经、体液等多种因素的调节,肺血管对缺氧刺激尤为敏感,急性缺氧反应通常在几秒钟内即可发生,此外,其他刺激因素如吸烟、剪切应力等亦可导致肺血管平滑肌收缩。肺血管收缩一方面具有生理作用,即维持通气/血流比值正常,但持续、强烈的刺激又会导致病理生理过程,即肺动脉高压、肺水肿。

(1)胞浆钙信号:

细胞内Ca2+是调控肺血管平滑肌收缩的核心因素。静息状态下,平滑肌细胞 [Ca2+]i很低,当 [Ca2+]i升高后,其钙调蛋白结合,激活MLCK,使MLC磷酸化进而肌球蛋白头部与肌动蛋白结合,肌丝滑行,产生收缩。平滑肌细胞 [Ca2+]i升高主要有两方面的来源:一方面通过细胞外Ca2+内流,另一方面通过细胞内钙储池释放Ca2+。其中涉及到多种钙通道及其钙通道相关蛋白,以及钾通道。

缺氧诱导平滑肌细胞 [Ca2+]i升高的机制已有大量研究,已证实其中参与的钙通道包括受体操纵型钙通道(receptor-operated Ca2+channels,ROCC)、钙库操纵型钙通道(store operated Ca2+channels,SOCC),电压依赖性L型钙通道,另外还有电压依赖性钾通道(voltage dependent potassium channels,Kv)。具体涉及的通道蛋白包括TRP超家族成员TRPC1、TRPC6、TRPV4,基质相互作用分子 1(stromalinteractingmolecule1,STIM1),细胞外钙敏感受体(extracelluar calciumsensing receptor,CaSR)等。对于以上离子通道及其相关蛋白参与缺氧诱导平滑肌细胞 [Ca2+]i升高的具体机制在肺动脉高压一章节中有详细论述。

最近有研究报道,在剪切应力诱导的肺动脉平滑肌细胞 [Ca2+]i升高这一过程中,TRPM7和TRPV4发挥了重要作用。

(2)血管活性物质:

不论是缺氧还是其他因素刺激都会通过诱导肺血管内皮细胞、肺实质细胞或血小板等分泌血管活性物质,调控肺血管的舒缩活动。

1)肺血管收缩物质:

ET-1、Ang-Ⅱ是肺血管内皮受到各种刺激时产生的主要缩血管物质,二者对于肺血管具有强烈的收缩作用。ET-1发挥收缩肺血管的作用主要是通过与其受体结合,激活PLC,引起 [Ca2+]i升高。Ang-Ⅱ发挥缩血管作用主要是通过与其受体AT1R结合,通过膜受体偶联G和G亚单位的信号转导激活磷酯酶D(phospholipase D,PLD),活化的PLD水解磷酯酰胆碱,产生胆碱和磷脂酸,磷脂酸进一步激活NADPH氧化酶,产生ROS;其次Ang-Ⅱ还可通过与平滑肌细胞膜上的受体结合,激活PLA2,水解花生四烯酸,进而活激活NADPH氧化酶,ROS生成增多。ROS增多引起 [Ca2+]i升高的分子机制见肺动脉高压一章节。另外,Ang-Ⅱ还可诱导PLC合成增加,活化的PLC水解,磷脂酰肌醇二磷酸(phosphatidylinositol4,5-bisphosphate,PIP2)生成IP3和甘油二酯,一方面IP3升高诱导肌浆网钙释放,另一方面甘油二酯进一步激活PKC,PKC活化通过增加细胞膜上的Na+-Ca2+交换蛋白功能,导致胞外Ca2+内流。

促进肺血管收缩的血管活性物质还有很多种,包括TXA2、PAF、5羟色胺(5-hydroxytryptamine,5-HT)以及花生四烯酸代谢产生白三烯(leukotrienes,LT)等。研究发现,在5-HT通过TRPV4引起肺血管收缩;TXA2通过抑制电压依赖性钾通道,进而激活L型钙通道,诱导肺动脉平滑肌细胞[Ca2+]i升高;PAF也有收缩血管的作用,大剂量的PAF可通过刺激TXA2的生成引起血管收缩。白三烯家族中的LTC4、LTD4及LTE4均具有收缩肺血管的作用,早期有研究报道LTC4诱导平滑肌细胞 [Ca2+]i升高通过电压依赖性钙通道和受体操纵性钙通道。总之,以上介导肺血管平滑肌收缩的血管活性物质发挥作用的根本原因在于增加平滑肌细胞 [Ca2+]i

2)肺血管舒张物质:

在病理条件下,肺血管收缩功能增强不仅仅是促进作用其收缩的血管活性物质产生增多导致,舒张肺血管的活性物质减少也是引起肺血管收缩的重要因素,即收缩因子和舒张因子的动态平衡决定肺血管舒缩状态。调节肺血管舒张的主要活性物质包括NO、PGI2、环氧二十碳三烯酸(epoxyeicosatrienoic acid,EET)等。

生理状态下,肺血管内皮细胞持续释放少量NO,扩散至平滑肌细胞,通过激活可溶性鸟苷酸环化酶(solube guanylate cyclase,sGC),促进细胞内环鸟苷酸(cyclic guanosine monophosphate,cGMP)浓度升高,进而发挥舒张肺血管的作用。当肺血管在受到各种刺激,内皮细胞损伤时NO合成、分泌减少,从而影响血管的舒缩功能。PGI2则通过增加cAMP含量发挥肺舒张血管平滑肌的作用。EET是花生四烯酸经细胞色素P450氧化酶催化生成的产物,EET可通过TRPC4引起细胞外钙内流,进而激活大电导钙依赖性钾通道(large conductance calcium-activited potassium channel,BKCa)使平滑肌超极化,血管舒张。另外,EET还可上调eNOS,增加NO生成和释放,引起血管舒张。

2.肺血管平滑肌增殖、迁移

肺血管平滑肌不仅可通过收缩活动对肺血管功能进行瞬时调节,而且还可通过表型转换为分泌型改变肺血管管壁厚度和形态,对肺血管功能产生持久的影响。发育中的肺血管平滑肌细胞为分泌表型,细胞内含有大量与蛋白质合成有关的细胞器,而成熟的肺血管平滑肌细胞为收缩表型,主要成分肌丝。在局部环境出现变化时,肺血管平滑肌细胞可发生显著的表型转换,如受到各种损伤刺激时,由成熟的收缩表型转化为分泌表型,平滑肌过度增殖、迁移以及合成大量细胞外基质是导致肺血管功能障碍的重要原因。造成肺血管损伤的因素,如缺氧、氧化应激、剪切应力以及在损伤过程中合成、分泌的血管活性物质均可诱导肺血管平滑肌细胞发生表型转换,从而促进肺血管结构、功能的改变。

慢性缺氧是引起肺血管平滑肌细胞表型转换的最常见原因,[Ca2+]i升高后激活下游信号转导途径,是慢性缺氧诱导肺血管平滑肌细胞增殖、迁移的主要分子机制。其中 Ca2+/钙调蛋白、Rho/ROCK、p38MAPK是促进肺血管平滑肌增殖、迁移的重要下游信号分子。

肺血管内皮细胞以及其他细胞分泌物血管活性物质不仅对肺血管的舒缩起调控作用,在肺血管平滑肌增殖、迁移过程中亦发挥重要作用。ET-1通过与受体结合,增加 [Ca2+]i,激活MAPK,进而激活c-Fos和c-Jun,促进平滑肌细胞过度增殖;还可通过激活Ras和Raf,诱导细胞外信号调节激酶(extracellularsignal-regulated kinase,ERK)发生磷酸化,导致 p38MAPK和c-Jun的激活,从而促进细胞生长。转化生长因子-β(transforming growth factor β,TGF-β)可通过与其受体结合激活ERK、p38诱导肺动脉平滑肌细胞增殖,还可通过PKA途径诱导ET-合成分泌进而发挥促增殖作用。

PGI2和NO是典型的抑制肺血管平滑肌细胞增殖的血管活性物质,PGI2抑制细胞增殖的作用是通过增加cAMP实现的;而NO抑制平滑肌细胞增殖主要是通过抑制RhoA/ERK信号通路。此外还发现,低温亦可诱导肺动脉平滑肌细胞增殖,钙通道阻滞剂可缓解低温诱导肺血管重构。

(三)肺血管外膜功能障碍

以往对于肺血管功能研究多集中在肺血管内皮和肺血管平滑肌,长期以来,对于肺血管外膜,包括其中最主要的成纤维细胞没有得到足够的关注。然而,实际上不论是生理还是病理条件下,肺血管外膜对于肺血管功能的调节均有重要意义。如今,肺血管外膜的分泌、存储、整合等作用已被认为是调节肺血管功能的重要因素,而且有观点认为肺血管外膜是肺血管壁中的一个损伤敏感部位,外膜中的成纤维细胞亦被看作是 “岗哨细胞”。当肺血管受到炎症、外环境刺激如缺血/缺氧、激素等刺激时,外膜中的成纤维细胞、树突细胞以及祖细胞均可被激活,进而引起细胞增殖、收缩蛋白及ECM蛋白表达;同时还可分通过分泌细胞因子、炎症因子、生长因子等直接调控肺血管细胞的生长并引起炎症反应,最终影响肺血管的舒缩功能及管壁的结构。

当肺血管受到某些因素刺激发生损伤时,肺血管外膜中的成纤维细胞可发生以下几方面的作用:成纤维细胞激活,其增殖能力增强,甚至超出肺血管平滑肌对刺激的反应;成纤维细胞,如肌成纤维细胞可分化为平滑肌细胞,进而聚集在外膜中或迁移至中膜甚至内膜层;促进ECM产生并沉积;合成、释放生长因子、ROS,以旁分泌的形式作用于肺血管平滑肌细胞及内皮细胞,影响其功能;通过释放细胞因子、炎症介质引起慢性、持久的肺血管炎症反应,从而进一步促进循环血液中的白细胞和祖细胞募集至血管壁;此外,还可合成、释放血管生长因子等,促进血管新生。

1.成纤维细胞增殖

有研究发现,在肺血管重构过程中,外膜的增厚和细胞数量的增多较内膜和中膜出现得早,特别是在缺氧刺激下,外膜的增厚尤为显著,血流的剪切应力以及遗传性因素导致的肺血管重构中也观察到明显的外膜增厚;甚至有报道,肺血管在受到缺氧刺激时,外膜中的成纤维细胞是所有血管壁细胞中最早发生增殖的细胞。对于成纤维细胞在缺氧等刺激下发生细胞增殖的机制已有研究报道,缺氧可能通过配体非依赖的模型激活Gi和Gq家族成员,进而活化PKC和MAPK,促进成纤维细胞增殖;也可通过激活PI3K-Akt信号通路促进细胞增殖。此外,转录因子HIF-1α和早期生长反应因子(early growth response-1,Egr-1)在缺氧诱导的成纤维细胞增殖中也发挥重要作用。

肺血管在受到各种病理生理刺激时,除细胞增殖可作为成纤维细胞激活外,ROS也是成纤维细胞对损伤因素作出反映的标志分子信号。肺血管外膜损伤释放的ROS可作用于邻近的肺血管平滑肌细胞,通过激活ERK诱导 [Ca2+]i升高,进而引起平滑肌细胞收缩。除此之外,成纤维细胞还可合成、释放ET-1、EGF、bFGF等调控肺血管张力、影响平滑肌细胞增殖和ECM的产生。

2.肺血管外膜与炎症

传统的血管炎症是一种从内至外的反应,即白细胞/单核细胞募集至受损伤的血管内膜,通过内膜表面表达的黏附分子和炎症介质定位于内膜并随后移行至中膜和/或外膜。然而,对于起源于外膜的炎症反应却是由外至内的新模式,即外膜的炎症反应逐渐发展至内膜。肺血管外膜成纤维细胞持续的激活在引起慢性炎症的机制尚未完全阐明,有研究报道NF-κB是这一过程中关键的转录因子,也有观点认为,成纤维细胞膜上的黏附分子和细胞因子受体的表达以及募集的造血细胞具有重要作用。成纤维细胞在受到刺激的情况下,上调ICAM-1和VCAM-1,从而引起白细胞黏附,进一步分泌TGF-β等细胞因子,并通过激活的成纤维细胞上调趋化生长因子受体CXCR4表达,从而募集造血细胞。由以上过程促使血管外膜形成一种炎性微环境,进而促进白细胞持续滞留和存活。

(四)细胞外基质沉积

肺血管的ECM由弹性蛋白、胶原蛋白、纤连蛋白、层黏蛋白、纤维蛋白原和蛋白聚糖等二十多种成分构成,主要分布在细胞表面和细胞间质,不仅为肺血管提供支持、联结、缓冲等物理性保护作用,还可为其提供物质交换、信息传递的场所,从而调节细胞生长、增殖、迁移、分化、黏附、代谢、损伤修复、组织重构等各种功能。在肺血管中,ECM的改变在血管新生、细胞黏附和血栓形成、平滑肌细胞增殖和迁移、肺血管收缩及肺血管重构等病理生理过程均发挥作用。

1.肺血管外膜与ECM

肺血管外膜ECM成分主要由成纤维细胞调节,在肺血管受到应力或损伤时,成纤维细胞通过其合成、分泌功能的活化,促进ECM组成成分的改变和沉积,对肺血管结构和功能产生重要影响。胶原蛋白是肺血管外膜ECM的主要构成成分,Ⅰ型胶原和Ⅲ型胶原是由成纤维细胞产生的最基本的基质蛋白。已有研究发现,发生重构的肺血管中胶原蛋白和弹性蛋白含量显著增加并沉积于外膜部位,虽然其中机制尚未完全揭示,但这一现象对肺血管壁弹性、血流动力学以及右心功能都具有深远影响。在缺氧的刺激下,还观察到肺血管外膜中的纤连蛋白、腱生蛋白、骨桥蛋白的含量显著升高,并沉积于外膜组织。而且有研究报道,纤连蛋白、腱生蛋白对于促进肺血管平滑肌细胞和成纤维细胞增殖以及诱导成纤维细胞分化为肌成纤维细胞均具有重要作用。此外,研究还发现,纤连蛋白、腱生蛋白沉积与MMPs的表达和活性密切相关,MMPs是对ECM成分,包括基底膜的胶原蛋白、间质胶原、纤连蛋白及多种蛋白聚糖的降解起重要作用的一种锌离子依赖酶。MMPs异常表达可导致组织结构破坏,从而引起一系列的病理生理过程。MMPs主要由血管外膜中的成纤维细胞和巨噬细胞产生,有研究发现,上调MMPs表达可促进成纤维细胞由外膜基质移行至血管中膜甚至是内膜,在缺氧等因素刺激下,肺血管外膜中的MMPs表达上调。而MMPs的组织特异性抑制因子TIMPs被认为可以缓解各种血管炎,并为细胞迁移提供有利的外膜微环境。总之,肺血管外膜中的成纤维细胞激活,通过改变ECM成分影响血管张力,同时这些变化为成纤维细胞的增殖、迁移、分化提供有利条件,从而影响血管的结构和功能。

2.肺血管内皮与ECM

肺血管内皮细胞的功能对ECM的组成也具有调控作用,当肺血管内皮损伤时可通过释放各种血管活性物质促进ECM成分改变及蛋白的沉积,同时ECM又为细胞与细胞、细胞与ECM的交流提供微环境从而调节细胞的增殖、迁移和分化。肺血管内皮通过基底膜上的多种分子与ECM的组成成分,如层黏蛋白、胶原蛋白、蛋白聚糖等形成特定的相互作用。有研究表明,在血管新生和损伤修复过程中,血管内皮细胞是MMPs的主要来源。生理状态下,血管内皮组成性地表达MMP-1、MMP-2、TIMP-1和TIMP-2,促血管生成素、炎症介质等条件可刺激内皮细胞MMPs表达增加和活化。有报道,VEGF可诱导内皮细胞MMP-2活性增强而降低TIMP-1和TIMP-2的表达,从而激活胶原酶,促使ECM侵入内皮基底膜。

3.肺血管平滑肌与ECM

肺血管在受到各种刺激致平滑肌由收缩表型转化为分泌表型可诱导肺血管中膜ECM成分发生变化,肺血管中膜层的ECM成分,如弹性纤维、Ⅰ型胶原、Ⅲ型胶原、弹性蛋白、层黏蛋白以及蛋白聚糖等主要由平滑肌细胞合成、分泌,这些不同的ECM成分对于维持肺血管平滑肌表型具有重要作用。有研究发现,肺动脉平滑肌细胞在缺氧等刺激下,可通过ERK1/PI3K/PKB信号途径诱导ECM成分胶原蛋白及纤连蛋白表达;另有报道,RhoA/ROCK信号通路的激活可促进平滑肌细胞分泌腱生蛋白,不仅引起中膜ECM沉积,而且还可刺激平滑肌细胞增殖。总之,肺血管平滑肌细胞合成、分泌ECM已有大量文献报道,更深入的机制有待进一步研究。

(朱莉萍 胡清华)

参考文献

1.Rosenberg HC,Rabinovitch M.Endothelial injury and vascular reactivity in monocrotaline pulmonary hypertension.Am J Physiol,1988,255(6): H1484-1491.

2.DeFouw DO.Structural heterogeneity within the pulmonary microcirculation of the normal rat.Anat Rec,1988,221(2): 645-654.

3.Aiello VD,Gutierrez PS,Chaves MJ,et al.Morphology of the internal elastic lamina in arteries from pulmonary hypertensive patients:a confocal laser microscopy study.Mod Pathol,2003,16(5): 411-416.

4.Meyrick B,Reid L.Hypoxia-induced structural changes in the media and adventitia of the rat hilar pulmonary artery and their regression.Am J Pathol,1980,100(1):151-178.

5.Townsley MI.Structure and composition of pulmonary arteries,capillaries,and veins.Compr Physiol,2012,2(1): 675-709.

6.Michel RP,Hu F,Meyrick BO.Myoendothelial junctional complexes in postobstructive pulmonary vasculopathy:a quantitative electron microscopic study.Exp Lung Res,1995,21(3): 437-452.

7.Schneeberger EE.Structure of intercellular junctions in different segments of the intrapulmonary vasculature.Ann N Y Acad Sci,1982,384(5): 54-63.

8.Toshima M,Ohtani Y,Ohtani O.Three-dimensional architecture of elastin and collagen fiber networks in the human and rat lung.Arch Histol Cytol,2004,67(1):31-40.

9.Goldenberg NM,Kuebler WM.Endothelial cell regulation of pulmonary vascular tone,inflammation,and coagulation.Compr Physiol,2015,5(2): 531-559.

10.Kása A,Czikora I,Verin AD,et al.Protein phosphatase 2A activity is required for functional adherent junctions in endothelial cells.Microvasc Res,2013,89(9): 86-94.

11.Rensen SS,Doevendans PA,van Eys GJ.Regulation and characteristics of vascular smooth muscle cell phenotypic diversity.Neth Heart J,2007,15(3): 100-108.

12.Kawai-Kowase K,Owens GK.Multiple repressor pathways contribute to phenotypic switching of vascular smooth muscle cells.Am J Physiol Cell Physiol,2007,292:C59-C69.

13.Rzucidlo EM,Martin KA,Powell RJ.Regulation of vascular smooth muscle cell Differentiation.J Vasc Surg,2007,45(Suppl 6): A25-A32.

14.House SJ,Potier M,Bisaillon J,et al.The non-excitable smooth muscle:calcium signaling and phenotypic switching during vascular disease.Pflugers Arch,2008,456(5): 769-785.

15.Ohno T,Hirano S,Kanemaru S,et al.Expression of extracellular matrix proteins in the vocal folds and bone marrow derived stromal cells of rats.Eur Arch Otorhinolaryngol,2008,265(6): 669-674.

16.Stenmark KR,Nozik-Grayck E,Gerasimovskaya E,et al.The Adventitia:Essential Role in Pulmonary Vascular Remodeling.Compr Physiol,2011,1(1): 141-161.

17.Wagenseil JE,Mecham RP.Elastin in large artery stiffness and hypertension.J Cardiovasc Transl Res,2012,5(3): 264-273.

18.Discher DE,Mooney DJ,Zandstra PW.Growth factors,matrices,and forces combine and control stem cells.Science,2009,324(5935): 1673-1677.

19.Geiger B,Spatz JP,Bershadsky AD.Environmental sensing through focal adhesions.Nat Rev Mol Cell Biol,2009,10(1): 21-33.

20.Armulik A,Abramsson A,Betsholtz C.Endothelial/pericyte interactions. Circ Res, 2005, 97(6):512-523.

21.Díaz-Flores L,Gutiérrez R,Madrid JF,et al.Pericytes.Morphofunction,interactions and pathology in a quiescent and activated mesenchymal cell niche.Histol Histopathol.2009,24(7): 909-969.

22.Feng J,Mantesso A,Sharpe PT:Perivascular cells as mesenchymal stem cells.Expert Opin Biol Ther,2010,10(10): 1441-1451.

23.Nourshargh S,Hordijk PL,Sixt M.Breaching multiple barriers:leukocyte motility through venular walls and the interstitium.Nat Rev Mol Cell Biol,2010,11(5):366-378.

24.Diaz-Flores L,Gutierrez R,Garcia MP,et al.Ultrastructure of myopericytoma:a continuum of transitional phenotypes of myopericytes.Ultrastruct Pathol,2012,36(3): 189-194.

25.Hall CN,Reynell C,Gesslein B,et al.Capillary pericytes regulate cerebral blood flow in health and disease.Nature,2014,508(7494): 55-60.

26.Veit F,Pak O,Brandes RP,et al.Hypoxia-dependent reactive oxygen species signaling in the pulmonary circulation:focus on ion channels.Antioxid Redox Signal,2015,22(6): 537-552.

27.West JB,Tsukimoto K,Mathieu-Costello O,et al.Stress failure in pulmonary capillaries.J Appl Physiol,1991,70(4): 1731-1742.

28.Archer S,Michelakis E.The mechanism(s)of hypoxic pulmonary vasoconstriction:potassium channels,redox O2sensors,and controversies.News Physiol Sci,2002,17(4): 131-137.

29.Kumar P,Shen Q,Pivetti CD,et al.Molecular mechanisms of endothelial hyperpermeability:implications in inflammation.Expert Rev Mol Med,2009,11(6): e19.

30.Tiruppathi C,Ahmmed GU,Vogel SM,et al.Ca2+signaling,TRP channels,and endothelial permeability.Microcirculation.2006,13(8): 693-708.

31.Yuan SY.Protein kinase signaling in the modulation of microvascularpermeability.VasculPharmacol,2002,39(4-5): 213-223.

32.Yuan SY,Breslin JW,Perrin R,et al.Microvascular permeability in diabetes and insulin resistance.Microcirculation,2007,14(4-5): 363-373.

33.Hu QH,Wang DX.Hypoxia increases cytosolic free calcium in porcine pulmonary arterial endothelial cells.J Tongji Med Univ,1993,13(1): 14-17.

34.Hampl V,Cornfield DN,Cowan NJ,et al.Hypoxia potentiates nitric oxide synthesis and transiently increases cytosolic calcium levels in pulmonary artery endothelial cells.Eur Respir J,1995,8(4): 515-522.

35.Paffett ML,Riddle MA,Kanagy NL,et al.Altered protein kinase C regulation of pulmonary endothelial store-and receptor-operated Ca2+entry after chronic hypoxia.J Pharmacol Exp Ther,2010,334(3): 753-760.

36.Fantozzi I,Zhang S,Platoshyn O,et al.Hypoxia increases AP-1binding activity by enhancing capacitative Ca2+entry in human pulmonary artery endothelial cells.Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol,2003,285(6):L1233-1245.

37.Ogawa S,Koga S,Kuwabara K,et al.Hypoxia-induced increased permeability of endothelial monolayers occurs through lowering of cellular cAMP levels.Am J Physiol,1992,262(1): C546-554.

38.Yan SF,Ogawa S,Stern DM,et al.Hypoxia-induced modulation of endothelial cell properties:regulation of barrier function and expression of interleukin-6.Kidney Int,1997,51(2): 419-425.

39.Garcia JG,Lazar V,Gilbert-McClain LI,et al.Myosin light chain kinase in endothelium:molecular cloning and regulation.Am J Respir Cell Mol Biol,1997,16(5):489-494.

40.Patterson CE,Lum H,Schaphorst KL,et al.Regulation of endothelial barrier function by the cAMP-dependent protein kinase.Endothelium.2000,7(4): 287-308.

41.Liu F,Verin AD,Borbiev T,et al.Role of cAMP-dependent protein kinase A activity in endothelial cell cytoskeleton rearrangement.Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol,2001,280(6): L1309-L1317.

42.Sayner SL.Emerging themes of cAMP regulation of the pulmonary endothelial barrier.Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol,2011,300(5): L667-768.

43.Wojciak-Stothard B,Zhao L,Oliver E,et al.Role of RhoB in the regulation of pulmonary endothelial and smooth muscle cell responses to hypoxia.Circ Res,2012,110(11): 1423-1434.

44.Gao C,Tang J,Li R,Huan J.Specific inhibition of AQP1water channels in human pulmonary microvascular endothelial cells by small interfering RNAs.J Trauma A-cute Care Surg,2012,72(1): 150-161.

45.Echevarría M,Mu-oz-Cabello AM,Sánchez-Silva R,et al.Development of cytosolic hypoxia and hypoxia-inducible factorstabilization are facilitated by aquaporin-1expression.J Biol Chem,2007,282(41): 30207-30215.

46.Zhang J,Xiong Y,Lu LX,et al.AQP1expression alterations affect morphology and water transport in Schwann cells and hypoxia-induced up-regulation of AQP1occurs in a HIF-1α-dependent manner.Neuroscience,2013,252(3): 68-79.

47.Göggel R,Uhlig S.The inositol trisphosphate pathway mediates platelet-activating-factor-induced pulmonary oedema.Eur Respir J,2005,25(5): 849-857.

48.Sanchez FA,Kim DD,Duran RG,et al.Internalization of eNOS via caveolae regulates PAF-induced inflammatory hyperpermeability to macromolecules.Am J Physiol Heart Circ Physiol,2008,295(4): H1642-H1648.

49.Kuebler WM,Yang Y,Samapati R,et al.Vascular barrier regulation by PAF,ceramide,caveolae,and NO-an intricate signaling network with discrepant effects in the pulmonary and systemic vasculature.Cell Physiol Biochem.2010,26(1): 29-40.

50.Yin J,Kuebler WM.Mechanotransduction by TRP Channels:General concepts and specific role in the vasculature.Cell Biochem Biophys.2010,56(1): 1-18.

51.Zhu L,Schwegler-Berry D,Castranova V,et al.Internalization of caveolin-1scaffolding domain facilitated by Antennapedia homeodomain attenuates PAF-induced increase in microvessel permeability.Am J Physiol Heart Circ Physiol,2004,286(1): H195-H201.

52.Bannerman DD,Goldblum SE.Endotoxin induces endothelial barrier dysfunction through protein tyrosine phosphorylation.Am J Physiol,1997,273(1Pt1): L217-226.

53.Barabutis N,Handa V,Dimitropoulou C,et al.LPS inducespp60c-src-mediated tyrosinephosphorylation of Hsp90 in lung vascular endothelial cells and mouse lung.Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol,2013,304(12):L883-938.

54.Joshi AD,Dimitropoulou C,Thangjam G,et al.Heat Shock Protein 90Inhibitors Prevent LPS-Induced Endothelial Barrier Dysfunction by Disrupting RhoA Signaling.Am J Respir Cell Mol Biol,2014,50(1): 170-179.

55.Zhao Y,Davis HW.Endotoxin causes phosphorylation of MARCKS in pulmonary vascular endothelial cells.J Cell Biochem,2000,79(3): 496-505.

56.Bogatcheva NV,Garcia JG,Verin AD.Molecular mechanisms of thrombin-induced endothelial cell permeability.Biochem,2002,67(1): 75-84.

57.Kása A,Csortos C,Verin AD.Cytoskeletal mechanisms regulating vascular endothelial barrier function in response to acute lung injury.Tissue Barriers,2015,3(1-2):e974448.

58.Uchiba M,Okajima K,Murakami K,et al.Attenuation of endotoxin-induced pulmonary vascular injury by antithrombinⅢ.Am J Physiol,1996,270(6Pt1): L921-930.

59.Dejana E,Orsenigo F,Lampugnani MG.The role of adherens junctions and VE-cadherin in the control of vascular permeability.J Cell Sci,2008,121(Pt 13):115-122.

60.Li L,Hu J,He T,et al.P38/MAPK contributes to endothelial barrier dysfunction via MAP4phosphorylation-dependent microtubule disassembly in inflammation-induced acute lung injury.Sci Rep,2015,5:8895.

61.Shimizu Y,Camp SM,Sun X,et al.Sp1-mediated nonmuscle myosin light chain kinase expression and enhanced activity in vascular endothelial growth factor-induced vascular permeability.Pulm Circ,2015,5(4):707-715.

62.Hecquet CM,Ahmmed GU,Vogel SM,et al.Role of TRPM2 channel in mediating H2O2-induced Ca2+entry and endothelial hyperpermeability.Circ Res,2008,102(3): 347-335.

63.Zhao Y,Davis HW.Hydrogen peroxide-induced cytoskeletal rearrangement in cultured pulmonary endothelial cells.J Cell Physiol,1998,174(3): 370-379.

64.Sun Y,Hu G,Zhang X,et al.Phosphorylation of caveolin-1regulates oxidant-induced pulmonary vascular permeability via paracellular and transcellular pathways.Circ Res,2009,105(7): 676-685.

65.Parker JC,Ivey CL,Tucker JA.Gadolinium prevents high airway pressure-induced permeability increases in isolated rat lungs.J Appl Physiol,1998,84(4): 1113-1118.

66.Birukova AA,Fu P,Xing J,et al.Mechanotransduction by GEF-H1as a novel mechanism of ventilator-induced vascular endothelial permeability.Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol,2010,298(6): L837-848.

67.Zhang J,Narayan VM,Juedes N,et al.Hypoxic upregulation of preproendothelin-1gene expression is associated with protein tyrosine kinase-PI3K signaling in cultured lung vascular endothelial cells.Int J Clin Exp Med,2009,2(1): 87-94.

68.Olave N,Nicola T,Zhang W,et al.Transforming growth factor-β regulates endothelin-1signaling in the newborn mouse lung during hypoxia exposure.Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol,2012,302(9): L857-865.

69.Golden CL,Kohler JP,Nick HS,et al.Effects of vasoactive and inflammatory mediators on endothelin-1expression in pulmonary endothelial cells.Am J Respir Cell Mol Biol,1995,12(5): 503-512.

70.Ouyang JS,Li YP,Li CY,et al.Mitochondrial ROSK+channel signaling pathway regulated secretion of human pulmonary artery endothelial cells.Free Radic Res,2012,46(12): 1437-1445.

71.Tamaru N,Watanabe K,Yoshida M,et al.Ang-Iotensin-converting enzyme activity by canine pulmonary microvascular and central pulmonary artery endothelial cells exposed to hypoxia.Lung,2000,178(4): 249-255.

72.Orfanos SE,Armaganidis A,Glynos C,et al.Pulmonary capillary endothelium-bound Ang-Iotensin-converting enzyme activity in acute lung injury.Circulation,2000,102(16): 2011-2018.

73.Su Y,Block ER.Role of calpain in hypoxic inhibition of nitric oxide synthase activity in pulmonary endothelial cells.Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol,2000,278(6): L1204-1212.

74.Zulueta JJ,Sawhney R,Kayyali U,et al.Modulation of inducible nitric oxide synthase by hypoxia in pulmonary artery endothelial cells.Am J Respir Cell Mol Biol,2002,26(1): 22-30.

75.North AJ,Lau KS,Brannon TS,et al.Oxygen upregulates nitric oxide synthase gene expression in ovine fetal pulmonary artery endothelial cells.Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol,1996,270(1): L643-L649.

76.Aso H,Ito S,Mori A,et al.Prostaglandin E2enhances interleukin-8production via EP4receptor in human pulmonary microvascular endothelial cells.Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol,2012,302(2): L266-273.

77.Mojiri A,Nakhaii-Nejad M,Phan WL,et al.Hypoxia results in upregulation and de novo activation of von Willebrand factor expression in lung endothelial cells.Arterioscler Thromb Vasc Biol,2013,33(6): 1329-1338.

78.Wynants M,Quarck R,Ronisz A,et al.Effects of C-reactive protein on human pulmonary vascular cells in chronic thromboembolic pulmonary hypertension.Eur Respir J,2012,40(4): 886-894.

79.Zhou C,Chen H,Lu F,et al.Cav3.1(alpha1G)controls von Willebrand factor secretion in rat pulmonary microvascular endothelial cells.Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol,2007,292(4): L833-844.

80.Hara S,Asada Y,Hatakeyama K,et al.Expression of tissue factor and tissue factor pathway inhibitor in rats lungs with lipopolysaccharide-induced disseminated intravascular coagulation.Lab Invest,1997,77(6): 581-589.

81.Mizumura K,Gon Y,Kumasawa F,et al.Apoptosis signal-regulating kinase 1-mediated signaling pathway regulates lipopolysaccharide-induced tissue factor expression in pulmonary microvasculature.Int Immunopharmacol,2010,10(9): 1062-1067.

82.Karoly ED,Li Z,Dailey LA,et al.Up-regulation of tissue factor in human pulmonary artery endothelial cells after ultrafine particle exposure.Environ Health Perspect,2007,115(4): 535-540.

83.Emin MT,Sun L,Huertas A,et al.Platelets induce endothelial tissue factor expression in a mouse model of acid-induced lung injury.Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol,2012,302(11): L1209-1220.

84.Shin HS,Xu F,Bagchi A,et al.Bacterial lipoprotein TLR2agonists broadly modulate endothelial function and coagulation pathways in vitro and in vivo.J Immunol,2011,186(2): 1119-1130.

85.Edirisinghe I,Rahman I.Cigarette smoke-mediated oxidative stress,shear stress,and endothelial dysfunction:role of VEGFR2.Ann N Y Acad Sci,2010,1203(1):66-72.

86.Izikki M,Guignabert C,Fadel E,et al.Endothelialderived FGF2contributes to the progression of pulmonary hypertension in humans and rodents.J Clin Invest,2009,119(3): 512-523.

87.Dewachter L,Adnot S,Fadel E,et al.Ang-Iopoietin/Tie2pathway influences smooth muscle hyperplasia in idiopathic pulmonary hypertension.Am J Respir Crit Care Med,2006,174(9): 1025-1033.

88.Song S,Yamamura A,Yamamura H,et al.Flow shear stress enhances intracellular Ca2+signaling in pulmonary artery smooth muscle cells from patients with pulmonary arterial hypertension.Am J Physiol Cell Physiol,2014,307(4): C373-383.

89.Xia Y,Fu Z,Hu J,et al.TRPV4channel contributes to serotonin-induced pulmonary vasoconstriction and the enhanced vascular reactivity in chronic hypoxic pulmonary hypertension.Am J Physiol Cell Physiol,2013,305(7): C704-715.

90.Cogolludo A,Moreno L,Bosca L,et al.Thromboxane A2-induced inhibition of voltage-gated K+channels and pulmonary vasoconstriction:role of protein kinase Czeta.Circ Res,2003,93(7): 656-663.

91.Jeffery TK,Morrell NW.Molecular and cellular basis of pulmonary vascular remodeling in pulmonary hypertension.Prog Cardiovasc Dis,2002,45(3): 173-202.

92.Bouallegue A,Daou GB,Srivastava AK.Endothelin-1-induced signaling pathways in vascular smooth muscle cells.Curr Vasc Pharmacol,2007,5(1): 45-52.

93.Wang J,Qiao J,Zhao LH,et al.Proliferation of pulmonary artery smooth muscle cells in the development of ascites syndrome in broilers induced by low ambient temperature.J Vet Med A Physiol Pathol Clin Med,2007,54(10): 564-570.

94.Yang Y,Gao M,Guo Y,et al.Calcium antagonists,diltiazem and nifedipine,protect broilers against low temperature-induced pulmonary hypertension and pulmonary vascular remodeling.Anim SciJ,2010,81(4):494-500.

95.Burke DL,Frid MG,Kunrath CL,et al.Sustained hypoxia promotes the development of a pulmonary artery-specific chronic inflammatory microenvironment.Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol,2009,297(2): L238-250.

96.Meyrick B,Reid L.Hypoxia and incorporation of 3H-thymidine by cells of the rat pulmonary arteries and alveolar wall.Am J Pathol,1979,96(1): 51-70.

97.Stenmark KR,Gerasimovskaya E,Nemenoff RA,et al.Hypoxic activation of adventitial fibroblasts:Role in vascular remodeling. Chest, 2002, 122(6Suppl):326S-334S.

98.Stenmark KR,Mecham RP.Cellular and molecular mechanisms of pulmonary vascular remodeling.Annu Rev Physiol,1997,59(1): 89-144.

99.Orton EC,LaRue SM,Ensley B,et al.Bromodeoxyuridine labeling and DNA content of pulmonary arterial medial cells from hypoxia-exposed and nonexposed healthy calves.Am J Vet Res,1992,53(10): 1925-1930.

100.Das M,Bouchey DM,Moore MJ,et al.Hypoxia-induced proliferative response of vascular adventitial fibroblasts is dependent on g protein-mediated activation of mitogen-activated protein kinases.J Biol Chem,2001,276(19): 15631-15640.

101.Das M,Burns N,Wilson SJ,et al.Hypoxia exposure induces the emergence of fibroblasts lacking replication repressor signals of PKCzeta in the pulmonary artery adventitia.Cardiovasc Res,2008,78(3): 440-448.

102.Das M,Dempsey EC,Bouchey D,et al.Chronic hypoxia induces exaggerated growth responses in pulmonary artery adventitial fibroblasts:potential contribution of specific protein kinase c isozymes.Am J Respir Cell Mol Biol,2000,22(1): 15-25.

103.Gerasimovskaya EV,Tucker DA,Stenmark KR.Activation of phosphatidylinositol 3-kinase,Akt,and mammalian target of rapamycin is necessary for hypoxia-induced pulmonary artery adventitial fibroblast proliferation.J Appl Physiol,2005,98(2): 722-731.

104.Krick S,Hanze J,Eul B,et al.Hypoxia-driven proliferation of human pulmonary artery fibroblasts:Cross-talk between HIF-1alpha and an autocrine Ang-Iotensin system.FASEB J,2005,19(7): 857-859.

105.Buckley CD,Pilling D,Lord JM,et al.Fibroblasts regulate the switch from acute resolving to chronic persistent inflammation.Trends Immunol,2001,22(4):199-204.

106.Durmowicz AG,Parks WC,Hyde DM,et al.Persistence,re-expression,and induction of pulmonary arterial fibronectin,tropoelastin,and type I procollagen mRNA expression in neonatal hypoxic pulmonary hypertension.Am J Pathol,1994,145(6): 1411-1420.

107.Desmouliere A,Chaponnier C,Gabbiani G.Tissue repair,contraction,and the myofibroblast.Wound Repair Regen,2005,13(1): 7-12.

108.Muro AF,Moretti FA,Moore BB,et al.An essential role for fibronectin extra typeⅢdomain A in pulmonary fibrosis.Am J Respir Crit Care Med,2008,177(6):638-645.

109.Jones PL,Rabinovitch M.Tenascin-C is induced with progressive pulmonary vascular disease in rats and is functionally related to increased smooth muscle cell proliferation.Circ Res,1996,79(6): 1131-1142.

110.Tamaoki M,Imanaka-Yoshida K,Yokoyama K,et al.Tenascin-C regulates recruitment of myofibroblasts during tissue repair after myocardial injury.Am J Pathol,2005,167(1): 71-80.

111.Lamoreaux WJ,Fitzgerald ME,Reiner A,et al.Vascular endothelial growth factor increases release of gelatinase A and decreases release of tissue inhibitor of metalloproteinases by microvascular endothelial cells in vitro.Microvasc Res,1998,55(1): 29-42.